限制性核酸內切酶：
是一類能識別雙鏈DNA分子特異性核酸序列的DNA水解酶。是體外剪切基因片段的重要工具，所以常常與核酸聚合酶、連接酶以及末端修飾酶等一起稱為工具酶。
瓊脂糖凝膠電泳：
是利用瓊脂糖溶化再凝固后能形成帶有一定孔隙的固體基質的特性，其密度取決于瓊脂糖的濃度。在電場的作用下及中性pH的緩沖條件下帶負電的核酸分子就可以向陽極遷移。瓊脂糖凝的濃度影響給定大小的線狀DNA的遷移率，因此采用不同濃度的凝膠可以分離不同大小范圍的DNA片段。
EB：即3,8-二氨基-5-乙基-6-苯基菲錠溴鹽, (Ethidium Bromide)。它能夠插入DNA分子中的堿基對之間而與DNA結合。由于EB分子的插入，在紫外光的照射下，凝膠電泳中的DNA條帶呈現出紅色熒光，易于檢測。可以檢測10ng 的DNA。
質粒 pCMV-Myc-T10 NEB 標準分子量片段(1kb DNA Ladder) EcoR1 和 Xho1 核酸內切酶（Takara） EcoR 1和 Xho 1酶解緩沖液(10×H buffer) 瓊脂糖 TBE或TAE緩沖液(10×) 溴化乙啶染色液(10mg/ml) 上樣液(6×)：0.25% 溴酚蘭，40％(W/V)蔗糖 水溶液或30％的甘油。 電泳儀，電泳槽，紫外透射儀，凝膠成像儀，一次性塑料手套等 .
1) 質粒DNA的酶解（自提質粒pCMV-Myc-T10）
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質粒量(ng)
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緩沖液(μl)*
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EcoR1(μl)
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Xho1(μl)
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H2O (μl)
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總體積(μl)
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I
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200
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2
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0
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0
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17-19
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20
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II
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200
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2
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0.5
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0
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15-17
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20
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III
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200
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2
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0.5
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0.5
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14-16
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20
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* 緩沖液隨不同的酶而不同,本實驗用 H buffer。 置于37℃水浴酶解0.5-1小時。酶解完成后，分別加入10?l 3倍的上樣緩沖液, 然后各取15?l進行電泳分析。
2) 瓊脂糖凝膠的制備:
稱取0.8g瓊脂糖，置于三角瓶中，加入100ml TBE或TAE工作液，瓶口倒扣一個小燒杯等，將該三角瓶置于微波爐加直至瓊脂溶解。
3）膠板的制備:
取有機玻璃內槽，洗凈、晾干；取紙膠條(寬約1cm)，將有機玻璃內槽置于一水平位置模具上，放好梳子。 將冷卻至65℃左右的瓊脂糖凝膠液，小心地倒在有機玻璃內槽上，控制灌膠速度和量，使膠液緩慢地展開，直到在整個有機玻璃板表面形成均勻的膠層。室溫下靜置30min左右，待凝固完全后，輕輕拔出梳子，在膠板上即形成相互隔開的上樣孔。制好膠后將鋪膠的有機玻璃內槽放在含有0.5-1×TAE（Tris-乙酸） 或TBE（Tris-硼酸）工作液的電泳槽中使用。
4）加樣:
用微量加樣器將上述樣品分別加入膠板的樣品孔內。每加完一個樣品，換一個加樣頭。加樣時應防止碰壞樣品孔周圍的凝膠面以及穿透凝膠底部，本實驗樣品孔容量約15～20 ul。1 kb DNA ladder（共10條帶）: 在第一個上樣孔或最后一個上樣孔內加入6ul 的 1 kb DNA ladder（50ng/ul ）。
5）電泳（帶上手套操作）:
加完樣后的凝膠板即可通電進行電泳；
建議在80～100V的電壓下電泳；
當溴酚蘭移動到距離膠板下沿約1cm處停止電泳；
將凝膠放入溴化乙啶（EB〕工作液（0.5ug/ml左右）中染色約20min。
為了獲得電泳分離DNA片段的最大分辨率，電場強度不應高于5V/cm（兩電極間的距離）。電泳溫度視需要而定，對大分子的分離，以低溫較好，也可在室溫下進行。在瓊脂糖凝膠濃度低于0.5%時，由于膠太稀，最好在4℃進行電泳以增加凝膠硬度。
6）觀察與拍照:
在紫外燈(310nm波長)下觀察染色后的凝膠。DNA存在處顯示出紅色的熒光條帶。紫外光激發(fā)30s左右，肉眼可觀察到清晰的條帶。在紫外燈下觀察時，應戴上防護眼鏡或有機玻璃防護面罩，避免眼睛遭受強紫外光損傷。拍照電泳圖譜時，可采用快速凝膠成象系統(tǒng)。
對于未進行酶切的質粒來說，常會出現兩條電泳帶，一條是（松弛）螺旋狀質粒DNA帶，另一條是超螺旋狀質粒DNA的帶，以超螺旋狀質粒DNA居多，移動速度也最快。有時還會出現三條帶，其中一條是因為有一些質粒DNA在提取過程中遭到損傷而線性化，其移動速度介于螺旋狀和超螺旋狀質粒DNA之間，所以該條電泳帶也位于上述兩種帶之間。如果提取的質粒很好時，這條帶會很弱，有時看不到。
本實驗所用質粒pCMV-Myc-T10經EcoR1單酶切后應為5.7kb；用EcoR1和Xho1雙酶切后應產生兩條DNA片段，一條是3.8kb，另一條是1.9kb（如下圖）。
